人脐带间充质干细胞（human umbilical cord mesenchymal stem cells，hUCMSCs）是干细胞群中较为原始的一种，具有增殖能力强、扩增时间短、免疫原性低，进行同种异体移植治疗时无需组织配型等优点[1]，成为近年来干细胞研究领域的热点。有研究表明，hUCMSCs 具有旁分泌作用，能分泌各种细胞因子、NGF、胶质源性神经营养因子等，在再生医学治疗中发挥了重要作用[2]。研究表明，hUCMSCs 能够分泌多种肽类物质，这些肽类物质存在于培养的上清液中，种类较多，其中主要为生物抗菌肽，典型已知的有抗菌肽 LL-37、人 β-防御素 2 等[3]。因此，本研究选用 hUCMSCs 上清液与阿莫西林抗生素联合应用，体外观察其与阿莫西林协同作用抗金黄色葡萄球菌的效果，为今后 hUCMSCs 上清液联合抗生素的抗菌作用研究提供一定依据。
1 材料与方法
1.1 主要材料、试剂及仪器
经内蒙古医科大学第三附属医院医学伦理委员会批准（批准号：2015MER-13），取本院妇产科足月剖宫产健康胎儿脐带组织，标本采集均获得产妇和家属知情同意；hUCMSCs 由内蒙古医科大学第三附属医院实验中心分离培养鉴定后，选取第 3 代细胞进行实验。取内蒙古医科大学第三附属医院烧伤科患者创面分离培养的金黄色葡萄球菌菌株（由检验科提供）。
DMEM/F12 培养液、FBS（GIBCO 公司，美国）；脂多糖（lipopolysaccharide，LPS；Sigma 公司，美国）；LL-37 检测试剂盒（上海继锦化学科技有限公司）；鼠抗人 LL-37 抗体（北京博奥森生物技术有限公司）；血琼脂平板培养基（简称血平板）、阿莫西林 E-Test 药敏试条（生物梅里埃公司，法国）。CO2 培养箱（SANYO 公司，日本）；光电浊度仪（上海劲佳科学仪器有限公司）；比浊管（温州康泰生物科技有限公司）；恒温培养箱（上海智城分析仪器制造有限公司）；CKX41 型倒置相差显微镜（Olympus 公司，日本）。
1.2 hUCMSCs 培养上清液中 LL-37 含量测定
取第 3 代 hUCMSCs，以 5×106个/孔密度接种于 16 个 6 孔板中，每孔加入 3 mL MSCs 培养液（含 10%FBS 的 DMEM/F12 培养基）。实验分为 4 组，每组 4 个 6 孔板，分别添加 0、10、100、1 000 ng/mL LPS 培养 12 h 后，更换为无 LPS 的 MSCs 培养液继续培养。培养 6、12、24、48 h，每组各收集 1 个 6 孔板中培养上清液，采用 ELISA 法测定抗菌肽 LL-37 含量。
1.3 上清液与阿莫西林体外协同抗菌研究
1.3.1 制备细胞上清液
选取第 3 代 hUCMSCs，以 5×106个/孔密度接种于 4 个 6 孔板，每孔加入 3 mL MSCs 培养液，其中 1 个 6 孔板培养液中含 100 ng/mL LPS，培养 12 h 均换液，继续培养 48 h 提取 hUCMSCs培养上清液用于以下实验。
1.3.2 金黄色葡萄球菌的最小抑菌浓度（minimal inhibitory concentration，MIC）测定
取 160 个血琼脂平板培养基分 4 组，每组 40 个。对照组（A 组）血琼脂平板培养基涂布由生理盐水配制的金黄色葡萄球菌菌液 1.8×108 CFU/mL；上清液组（B 组）血琼脂平板培养基涂布由生理盐水和 2 倍生理盐水体积的 hUCMSCs 培养上清液配制的金黄色葡萄球菌菌液 1.8×108 CFU/mL；抗体组（C 组）血琼脂平板培养基涂布由生理盐水和 2 倍生理盐水体积的 hUCMSCs 培养上清液配制的金黄色葡萄球菌菌液 1.8×108 CFU/mL，且菌液中加入 200 ng/mL 鼠抗人 LL-37 抗体 57.3 μL；预处理组（D 组）血琼脂平板培养基涂布由生理盐水和 2 倍生理盐水体积的 100 ng/mL LPS 预处理 hUCMSCs 培养上清液配制的金黄色葡萄球菌菌液 1.8×108 CFU/mL。各组于 15 min 后将阿莫西林 E-Test 药敏试条平贴于血琼脂平板培养基中间，放入恒温培养箱培养。培养 7、12、24、48 h 时每组分别取 10 个血琼脂平板培养基，观察培养基上金黄色葡萄球菌的菌落分布情况及阿莫西林的抑菌环大小，读取阿莫西林对金黄色葡萄球菌的 MIC。
1.3.3 阿莫西林的部分抑菌浓度（fractional inhibitory concentration，FIC）指数
计算 B、C、D 组培养 7、12、24、48 h 阿莫西林的 FIC 指数（公式：FIC 指数=联用时阿莫西林的 MIC/单用阿莫西林的 MIC[4-5]）。评定标准：≤0.5 为协同，0.5～1.0 为相加，1.0～4.0 为无关，>4.0 为拮抗。将协同和相加视为有效，无关和拮抗视为无效。
1.4 统计学方法
采用 SPSS17.0 统计软件进行分析。数据以均数±标准差表示，对符合正态分布数据，组间比较采用单因素方差分析，两两比较采用 LSD-t 检验；不符合正态分布数据，组间比较采用 Kruskal-Wallis 检验，两两比较采用 Mann-Whitney 检验；检验水准 α=0.05。
2 结果
2.1 hUCMSCs 培养上清液中 LL-37 含量测定
培养各时间点，随 LPS 浓度升高，细胞培养上清液中 LL-37 含量也逐渐升高，各 LPS 浓度组间比较差异均有统计学意义（P<0.05）。见表 1。由于高浓度 LPS 对细胞损伤较大[6]，因此选取 100 ng/mL LPS 作为实验最适浓度。
表1
各时间点各 LPS 浓度组 hUCMSCs 培养上清液中 LL-37 含量（n=6，ng/mL，
）
Table1.
LL-37 content in hUCMSCs supernatant of each LPS concentration group at each time point (n=6, ng/mL,
)
2.2 金黄色葡萄球菌的菌落分布与抑菌环大小
培养 7、12、24、48 h，各组血琼脂平板培养基中均出现明显抑菌环，呈“彗星拖尾”状，且细菌菌落随时间延长逐渐融合，24 h 后抑菌环趋于稳定。见图 1。各时间点 D 组抑菌环的短轴直径均显著大于 A、B、C 组，B 组大于 A、C 组，C 组大于 A 组，差异均有统计学意义（P<0.05）。见表 2。
表2
各组各时间点抑菌环短轴直径比较（n=10，mm，
）
Table2.
Comparison of short axis diameters of baterial inhibition rings at different time points (n=10, mm,
)
2.3 阿莫西林对金黄色葡萄球菌的MIC
培养各时间点，A 组阿莫西林对金黄色葡萄球菌的 MIC 显著大于 B、C、D 组，C 组大于 B、D 组，B 组大于 D 组，差异均有统计学意义（P<0.05）。见表 3。
表3
各组各时间点阿莫西林对金黄色葡萄球菌的MIC比较（n=10，μg/mL，
）
Table3.
Comparison of MIC of amoxicillin against Staphylococcus aureus at different time points (n=10, μg/mL,
)
2.4 阿莫西林的 FIC 指数
B 组培养 7、12、24、48 h 阿莫西林的 FIC 指数分别为 0.171 1、0.187 7、0.243 3 和 0.239 5，D 组分别为 0.060 5、0.092 9、0.180 1 和 0.178 7，B 组大于 D 组，两组均<0.5，都产生了有效的协同作用；而 C 组阿莫西林的 FIC 指数分别为 0.255 3、0.264 8、0.530 7、0.538 0，小于或接近 0.5 且<1.0，均大于 B、D 组，hUCMSCs 培养上清液中的 LL-37 中和沉默后，其协同抗菌作用降低。
图1
各组各时间点抑菌环大小比较
从左至右依次为 A、B、C、D 组 a. 7 h；b. 12 h； c. 24 h；d. 48 h
Figure1. Comparison of bacterial inhibition rings size of each group at different time pointsFrom left to right for groups A, B, C, D, respectivelya. At 7 hours; b. At 12 hours; c. At 24 hours; d. At 48 hours
3 讨论
近年研究发现，hUCMSCs 可通过旁分泌方式分泌多种细胞因子，进而发挥促进损伤细胞及组织修复重建的作用，因此成为再生医学研究的重点[7-12]。其上清液具有类似于 MSCs 的治疗效果[13-14]。此外，一些研究者发现，使用低氧、低浓度的炎性因子预处理 MSCs 后，可显著增加这类干细胞旁分泌细胞因子的种类和含量，以及显著增强该干细胞耐受致伤因子的能力，进而增加其治疗潜能[15-17]。本研究结果显示，hUCMSCs 上清液中检测到 LL-37 蛋白含量，经使用不同浓度（0、10、100、1 000 ng/mL）LPS 刺激培养 hUCMSCs，其上清液中 LL-37 含量随 LPS 浓度的增大而提高。
LL-37 是人体内唯一的 Cathelcidin 家族抗菌肽[17-18]，目前较公认的 LL-37 杀菌模式为“地毯式（carpet-like）”，破坏脂质双层结构，使细胞膜破裂。研究表明，抗菌肽增强了抗生素杀死梭状芽孢杆菌的作用[19]。阿莫西林通过与细菌所含的青霉素结合蛋白结合，会抑制大分子青霉素结合蛋白的转糖激酶及转肽酶活性，阻碍细菌细胞壁合成，同时抑制小分子青霉素结合蛋白的羧肽酶活性，阻碍细菌细胞分裂，最终达到杀灭细菌的目的。金黄色葡萄球菌为烧伤创面常见细菌，前期研究发现，环丙沙星（喹诺酮类抗菌药）联合 hUCMSCs 培养上清液后，协同抗金黄色葡萄菌作用增强[20]。本研究结果显示，培养各时间点，A 组阿莫西林对金黄色葡萄球菌的 MIC 均明显大于其余 3 组，且 A 组阿莫西林对金黄色葡萄菌的 MIC 为 B 组的 4～5 倍，说明在体外环境中，hUCMSCs 培养上清液联合阿莫西林对金黄色葡萄球菌起抑制作用，可降低阿莫西林对金黄色葡萄球菌的 MIC，即可降低抗生素用量。C 组阿莫西林对金黄色葡萄球菌的 MIC 均明显大于 B、D 组，但仍低于 A 组，说明在敲除了 LL-37 的作用后，hUCMSCs 培养上清液的抑菌能力被削弱，培养上清液中可能还存在其他物质具有协同抑菌作用。B 组阿莫西林对金黄色葡萄球菌的 MIC 为 D 组的 1.4～2.8 倍，即 100 ng/mL LPS 预处理 hUCMSCs 上清液的协同抗菌作用增强。
此外，随时间推移，B、C、D 组培养 24、48 h 阿莫西林的抑菌环较培养 7、12 h 缩小，因细菌培育到稳定数量级需要时间，随着时间推移及阿莫西林 E-Test 药敏试条的时效性，至培养 24 h 细菌繁殖达稳定数量级时，hUCMSCs 培养上清液联合阿莫西林的协同抗菌有所降低。结合我们前期研究[21-23]及相关文献报道[6]，D 组选用 100 ng/mL LPS 预处理 48 h 的 hUCMSCs 培养上清液，保证 hUCMSC 活性同时增加了上清液中 LL-37 含量。D 组 hUCMSCs 上清液中 LL-37 含量约为 B 组的 1.5 倍，金黄色葡萄球菌培养 24 h 时细菌繁殖达稳定数量级，B 组 24 h 时金黄色葡萄球菌 E-Test 药敏试条 MIC 约为 D 组的 1.4 倍，二者数值接近是属于巧合或 hUCMSCs 上清液中 LL-37 较强的协同抗菌作用所致，还需进一步探究。
药物的 FIC 指数是评价抗菌药物联用效应的重要参数。本研究结果显示，B、D 组培养 7、12、24、48 h 阿莫西林的 FIC 指数均<0.5，表明 hUCMSCs 上清液有协同抗菌作用；D 组阿莫西林的 FIC 指数小于 B 组，表明 100 ng/mL LPS 预处理 hUCMSCs 培养上清液的协同抗菌作用增强；hUCMSCs 上清液中加入 LL-37 抗体使 LL-37 沉默后，C 组阿莫西林的 FIC 指数小于或接近 0.5 且<1.0，说明 hUCMSCs 上清液中除 LL-37 外，可能还有其他物质参与抗菌作用，这与相关研究结果[24]一致；C 组培养 7、12、24、48 h 阿莫西林的 FIC 指数均大于 B 组 1.4～2.2 倍，说明 LL-37 沉默后，hUCMSCs 上清液的协同抗菌作用降低，hUCMSCs 上清液中的 LL-37 有较强的协同抗菌作用。
综上述，hUCMSCs 上清液联合阿莫西林抗菌，可有效降低阿莫西林用量；100 ng/mL LPS 预处理的 hUCMSCs 上清液联合阿莫西林后，协同抗菌作用增强。hUCMSCs 上清液联合阿莫西林是否对其他细菌有抗菌作用，其他 MSCs 上清液联合阿莫西林是否也有协同抗菌作用，甚至 hUCMSCs 上清液联合阿莫西林对细菌所致的感染创面是否有抗菌作用都需深入探讨，为今后进一步基础研究提供理论参考依据。
人脐带间充质干细胞（human umbilical cord mesenchymal stem cells，hUCMSCs）是干细胞群中较为原始的一种，具有增殖能力强、扩增时间短、免疫原性低，进行同种异体移植治疗时无需组织配型等优点[1]，成为近年来干细胞研究领域的热点。有研究表明，hUCMSCs 具有旁分泌作用，能分泌各种细胞因子、NGF、胶质源性神经营养因子等，在再生医学治疗中发挥了重要作用[2]。研究表明，hUCMSCs 能够分泌多种肽类物质，这些肽类物质存在于培养的上清液中，种类较多，其中主要为生物抗菌肽，典型已知的有抗菌肽 LL-37、人 β-防御素 2 等[3]。因此，本研究选用 hUCMSCs 上清液与阿莫西林抗生素联合应用，体外观察其与阿莫西林协同作用抗金黄色葡萄球菌的效果，为今后 hUCMSCs 上清液联合抗生素的抗菌作用研究提供一定依据。
1 材料与方法
1.1 主要材料、试剂及仪器
经内蒙古医科大学第三附属医院医学伦理委员会批准（批准号：2015MER-13），取本院妇产科足月剖宫产健康胎儿脐带组织，标本采集均获得产妇和家属知情同意；hUCMSCs 由内蒙古医科大学第三附属医院实验中心分离培养鉴定后，选取第 3 代细胞进行实验。取内蒙古医科大学第三附属医院烧伤科患者创面分离培养的金黄色葡萄球菌菌株（由检验科提供）。
DMEM/F12 培养液、FBS（GIBCO 公司，美国）；脂多糖（lipopolysaccharide，LPS；Sigma 公司，美国）；LL-37 检测试剂盒（上海继锦化学科技有限公司）；鼠抗人 LL-37 抗体（北京博奥森生物技术有限公司）；血琼脂平板培养基（简称血平板）、阿莫西林 E-Test 药敏试条（生物梅里埃公司，法国）。CO2 培养箱（SANYO 公司，日本）；光电浊度仪（上海劲佳科学仪器有限公司）；比浊管（温州康泰生物科技有限公司）；恒温培养箱（上海智城分析仪器制造有限公司）；CKX41 型倒置相差显微镜（Olympus 公司，日本）。
1.2 hUCMSCs 培养上清液中 LL-37 含量测定
取第 3 代 hUCMSCs，以 5×106个/孔密度接种于 16 个 6 孔板中，每孔加入 3 mL MSCs 培养液（含 10%FBS 的 DMEM/F12 培养基）。实验分为 4 组，每组 4 个 6 孔板，分别添加 0、10、100、1 000 ng/mL LPS 培养 12 h 后，更换为无 LPS 的 MSCs 培养液继续培养。培养 6、12、24、48 h，每组各收集 1 个 6 孔板中培养上清液，采用 ELISA 法测定抗菌肽 LL-37 含量。
1.3 上清液与阿莫西林体外协同抗菌研究
1.3.1 制备细胞上清液
选取第 3 代 hUCMSCs，以 5×106个/孔密度接种于 4 个 6 孔板，每孔加入 3 mL MSCs 培养液，其中 1 个 6 孔板培养液中含 100 ng/mL LPS，培养 12 h 均换液，继续培养 48 h 提取 hUCMSCs培养上清液用于以下实验。
1.3.2 金黄色葡萄球菌的最小抑菌浓度（minimal inhibitory concentration，MIC）测定
取 160 个血琼脂平板培养基分 4 组，每组 40 个。对照组（A 组）血琼脂平板培养基涂布由生理盐水配制的金黄色葡萄球菌菌液 1.8×108 CFU/mL；上清液组（B 组）血琼脂平板培养基涂布由生理盐水和 2 倍生理盐水体积的 hUCMSCs 培养上清液配制的金黄色葡萄球菌菌液 1.8×108 CFU/mL；抗体组（C 组）血琼脂平板培养基涂布由生理盐水和 2 倍生理盐水体积的 hUCMSCs 培养上清液配制的金黄色葡萄球菌菌液 1.8×108 CFU/mL，且菌液中加入 200 ng/mL 鼠抗人 LL-37 抗体 57.3 μL；预处理组（D 组）血琼脂平板培养基涂布由生理盐水和 2 倍生理盐水体积的 100 ng/mL LPS 预处理 hUCMSCs 培养上清液配制的金黄色葡萄球菌菌液 1.8×108 CFU/mL。各组于 15 min 后将阿莫西林 E-Test 药敏试条平贴于血琼脂平板培养基中间，放入恒温培养箱培养。培养 7、12、24、48 h 时每组分别取 10 个血琼脂平板培养基，观察培养基上金黄色葡萄球菌的菌落分布情况及阿莫西林的抑菌环大小，读取阿莫西林对金黄色葡萄球菌的 MIC。
1.3.3 阿莫西林的部分抑菌浓度（fractional inhibitory concentration，FIC）指数
计算 B、C、D 组培养 7、12、24、48 h 阿莫西林的 FIC 指数（公式：FIC 指数=联用时阿莫西林的 MIC/单用阿莫西林的 MIC[4-5]）。评定标准：≤0.5 为协同，0.5～1.0 为相加，1.0～4.0 为无关，>4.0 为拮抗。将协同和相加视为有效，无关和拮抗视为无效。
1.4 统计学方法
采用 SPSS17.0 统计软件进行分析。数据以均数±标准差表示，对符合正态分布数据，组间比较采用单因素方差分析，两两比较采用 LSD-t 检验；不符合正态分布数据，组间比较采用 Kruskal-Wallis 检验，两两比较采用 Mann-Whitney 检验；检验水准 α=0.05。
2 结果
2.1 hUCMSCs 培养上清液中 LL-37 含量测定
培养各时间点，随 LPS 浓度升高，细胞培养上清液中 LL-37 含量也逐渐升高，各 LPS 浓度组间比较差异均有统计学意义（P<0.05）。见表 1。由于高浓度 LPS 对细胞损伤较大[6]，因此选取 100 ng/mL LPS 作为实验最适浓度。
表1
各时间点各 LPS 浓度组 hUCMSCs 培养上清液中 LL-37 含量（n=6，ng/mL，
）
Table1.
LL-37 content in hUCMSCs supernatant of each LPS concentration group at each time point (n=6, ng/mL,
)
2.2 金黄色葡萄球菌的菌落分布与抑菌环大小
培养 7、12、24、48 h，各组血琼脂平板培养基中均出现明显抑菌环，呈“彗星拖尾”状，且细菌菌落随时间延长逐渐融合，24 h 后抑菌环趋于稳定。见图 1。各时间点 D 组抑菌环的短轴直径均显著大于 A、B、C 组，B 组大于 A、C 组，C 组大于 A 组，差异均有统计学意义（P<0.05）。见表 2。
表2
各组各时间点抑菌环短轴直径比较（n=10，mm，
）
Table2.
Comparison of short axis diameters of baterial inhibition rings at different time points (n=10, mm,
)
2.3 阿莫西林对金黄色葡萄球菌的MIC
培养各时间点，A 组阿莫西林对金黄色葡萄球菌的 MIC 显著大于 B、C、D 组，C 组大于 B、D 组，B 组大于 D 组，差异均有统计学意义（P<0.05）。见表 3。
表3
各组各时间点阿莫西林对金黄色葡萄球菌的MIC比较（n=10，μg/mL，
）
Table3.
Comparison of MIC of amoxicillin against Staphylococcus aureus at different time points (n=10, μg/mL,
)
2.4 阿莫西林的 FIC 指数
B 组培养 7、12、24、48 h 阿莫西林的 FIC 指数分别为 0.171 1、0.187 7、0.243 3 和 0.239 5，D 组分别为 0.060 5、0.092 9、0.180 1 和 0.178 7，B 组大于 D 组，两组均<0.5，都产生了有效的协同作用；而 C 组阿莫西林的 FIC 指数分别为 0.255 3、0.264 8、0.530 7、0.538 0，小于或接近 0.5 且<1.0，均大于 B、D 组，hUCMSCs 培养上清液中的 LL-37 中和沉默后，其协同抗菌作用降低。
图1
各组各时间点抑菌环大小比较
从左至右依次为 A、B、C、D 组 a. 7 h；b. 12 h； c. 24 h；d. 48 h
Figure1. Comparison of bacterial inhibition rings size of each group at different time pointsFrom left to right for groups A, B, C, D, respectivelya. At 7 hours; b. At 12 hours; c. At 24 hours; d. At 48 hours
3 讨论
近年研究发现，hUCMSCs 可通过旁分泌方式分泌多种细胞因子，进而发挥促进损伤细胞及组织修复重建的作用，因此成为再生医学研究的重点[7-12]。其上清液具有类似于 MSCs 的治疗效果[13-14]。此外，一些研究者发现，使用低氧、低浓度的炎性因子预处理 MSCs 后，可显著增加这类干细胞旁分泌细胞因子的种类和含量，以及显著增强该干细胞耐受致伤因子的能力，进而增加其治疗潜能[15-17]。本研究结果显示，hUCMSCs 上清液中检测到 LL-37 蛋白含量，经使用不同浓度（0、10、100、1 000 ng/mL）LPS 刺激培养 hUCMSCs，其上清液中 LL-37 含量随 LPS 浓度的增大而提高。
LL-37 是人体内唯一的 Cathelcidin 家族抗菌肽[17-18]，目前较公认的 LL-37 杀菌模式为“地毯式（carpet-like）”，破坏脂质双层结构，使细胞膜破裂。研究表明，抗菌肽增强了抗生素杀死梭状芽孢杆菌的作用[19]。阿莫西林通过与细菌所含的青霉素结合蛋白结合，会抑制大分子青霉素结合蛋白的转糖激酶及转肽酶活性，阻碍细菌细胞壁合成，同时抑制小分子青霉素结合蛋白的羧肽酶活性，阻碍细菌细胞分裂，最终达到杀灭细菌的目的。金黄色葡萄球菌为烧伤创面常见细菌，前期研究发现，环丙沙星（喹诺酮类抗菌药）联合 hUCMSCs 培养上清液后，协同抗金黄色葡萄菌作用增强[20]。本研究结果显示，培养各时间点，A 组阿莫西林对金黄色葡萄球菌的 MIC 均明显大于其余 3 组，且 A 组阿莫西林对金黄色葡萄菌的 MIC 为 B 组的 4～5 倍，说明在体外环境中，hUCMSCs 培养上清液联合阿莫西林对金黄色葡萄球菌起抑制作用，可降低阿莫西林对金黄色葡萄球菌的 MIC，即可降低抗生素用量。C 组阿莫西林对金黄色葡萄球菌的 MIC 均明显大于 B、D 组，但仍低于 A 组，说明在敲除了 LL-37 的作用后，hUCMSCs 培养上清液的抑菌能力被削弱，培养上清液中可能还存在其他物质具有协同抑菌作用。B 组阿莫西林对金黄色葡萄球菌的 MIC 为 D 组的 1.4～2.8 倍，即 100 ng/mL LPS 预处理 hUCMSCs 上清液的协同抗菌作用增强。
此外，随时间推移，B、C、D 组培养 24、48 h 阿莫西林的抑菌环较培养 7、12 h 缩小，因细菌培育到稳定数量级需要时间，随着时间推移及阿莫西林 E-Test 药敏试条的时效性，至培养 24 h 细菌繁殖达稳定数量级时，hUCMSCs 培养上清液联合阿莫西林的协同抗菌有所降低。结合我们前期研究[21-23]及相关文献报道[6]，D 组选用 100 ng/mL LPS 预处理 48 h 的 hUCMSCs 培养上清液，保证 hUCMSC 活性同时增加了上清液中 LL-37 含量。D 组 hUCMSCs 上清液中 LL-37 含量约为 B 组的 1.5 倍，金黄色葡萄球菌培养 24 h 时细菌繁殖达稳定数量级，B 组 24 h 时金黄色葡萄球菌 E-Test 药敏试条 MIC 约为 D 组的 1.4 倍，二者数值接近是属于巧合或 hUCMSCs 上清液中 LL-37 较强的协同抗菌作用所致，还需进一步探究。
药物的 FIC 指数是评价抗菌药物联用效应的重要参数。本研究结果显示，B、D 组培养 7、12、24、48 h 阿莫西林的 FIC 指数均<0.5，表明 hUCMSCs 上清液有协同抗菌作用；D 组阿莫西林的 FIC 指数小于 B 组，表明 100 ng/mL LPS 预处理 hUCMSCs 培养上清液的协同抗菌作用增强；hUCMSCs 上清液中加入 LL-37 抗体使 LL-37 沉默后，C 组阿莫西林的 FIC 指数小于或接近 0.5 且<1.0，说明 hUCMSCs 上清液中除 LL-37 外，可能还有其他物质参与抗菌作用，这与相关研究结果[24]一致；C 组培养 7、12、24、48 h 阿莫西林的 FIC 指数均大于 B 组 1.4～2.2 倍，说明 LL-37 沉默后，hUCMSCs 上清液的协同抗菌作用降低，hUCMSCs 上清液中的 LL-37 有较强的协同抗菌作用。
综上述，hUCMSCs 上清液联合阿莫西林抗菌，可有效降低阿莫西林用量；100 ng/mL LPS 预处理的 hUCMSCs 上清液联合阿莫西林后，协同抗菌作用增强。hUCMSCs 上清液联合阿莫西林是否对其他细菌有抗菌作用，其他 MSCs 上清液联合阿莫西林是否也有协同抗菌作用，甚至 hUCMSCs 上清液联合阿莫西林对细菌所致的感染创面是否有抗菌作用都需深入探讨，为今后进一步基础研究提供理论参考依据。
